抗体保存得当与否，直接决定了抗体的活性和使用效果！如果抗体保存得当，大部分抗体活性都可以维持数月甚至数年。那么如何才能保存得当呢？下面跟大家一起来看看如何正确保存抗体。

    1.收到抗体后请务必在 12000 rpm 离心 1—5 分钟后再打开管盖进行分装和保存

为了昂贵&珍贵的抗体，请看清是 12000 rpm。

如果抗体体积小于50 ul，请延长离心时间至 5 分钟，以保证全部抗体均离心下来！

2. 对于大部分抗体，比较合适的保存方式是分装后保存在-20℃或-80℃

（1）对绝大多数抗体来说，保存在-20℃是完全足够了。没有任何证据显示保存在-80℃会有更多的好处！

（2）分装可以最大程度的降低反复冻融对抗体活性的损害，同时也降低了由于多次从同一管中吸取抗体造成的污染可能性。

（3）分装的量以一次实验用完为好，最少不能少于 10 ul每份。因为分装体积越小，抗体的浓度越可能会受到蒸发以及管壁吸附的影响。

（4）复融后的分装抗体如果一次用不完，将剩余母液保存在4℃，避免再冻起来！

（5）抗体工作液应该当天配制当天用完，在4℃尽量不要超过1天。

（6）绝对避免将抗体保存在自动除霜冰箱中。尽量将抗体保存在冰箱里层，而不是门上。

3. 大部分抗体收到后 4℃短暂保存1-2周对抗体活性是没有影响的

如果抗体很快（1—2 周）会使用，推荐在4℃保存，这是为了避免反复冻融对抗体活性的损害。如果要长期保存则最好是在-20℃ or -80℃。最关键的一点是要根据说明书推荐的方式来正确的保存抗体！

但是，腹水形式的产品请在收到后立即冻起来！因为该类产品含有大量的蛋白酶，长期在4℃保存会导致抗体的降解！

4. 大部分抗体的运输条件：一般的运输过程需要1-2周的时间，所以是在4℃的条件下来完成的。

4℃运输最主要的目的是为了避免反复冻融对抗体活性的损害（如果使用干冰运输，那么收到时抗体是冻起来的，为了分装就需要解冻。这就多了一次冻融的过程）。 所以运输过程中绝对避免干冰运输！

特殊抗体的保存条件：

（1）酶联抗体：永远保存在 4℃，避免冻起来。否则会导致酶活性的下降或者丧失。

（2）偶联抗体：所有偶联抗体都需要在棕色管中或使用锡箔纸避光4℃保存。尤其是荧光抗体，对光极为敏感，因此在所有的实验阶段也是要避光操作的！

（3）IgG3 的同型对照：永远保存在4℃，避免冻起来。因为如果出现冻融过程，该抗体非常容易形成多聚体（无论是保存还是运输，绝对避免反复冻融），反复冻融会导致抗体变性，导致多聚体形成，从而降低抗体的结合能力！

抗体保存其它相关信息

关于加入甘油保存：有些人会加 50%的甘油到抗体中来避免反复冻融，甘油在-20℃会降低冰点。这对很多抗体可能是可行的。加入甘油的溶液不建议在-80℃保存，因为这已经超过了甘油的冰点。如果您要加入甘油来保存抗体的话，请谨慎注意无菌操作，避免污染！

关于蛋白保护剂

蛋白在高浓度时更不容易降解（1 mg/ml 或者更高），这就是为什么在抗体中加入BSA之类作为稳定剂的原因了；另一方面，加入的蛋白也可以减少抗体由于管壁吸附所造成的损失。但是如果抗体要用来标记的话，则不能加入蛋白稳定剂，因为这些稳定剂会和抗体一起竞争结合标记物。

关于叠氮化钠（sodium azide）的使用

为了防止微生物污染，叠氮化钠经常被加入到抗体中（终浓度 0.02% (w/v)）。

在下述情况中不能使用叠氮化钠：

（1）如果抗体用于染色或处理活细胞，用于体内研究：叠氮化钠在抵抗微生物的同时，对其它大部分有机物也是有毒的， 因为它阻断了线粒体的 cytochrome electron transportsystem.

（2）要偶联带有氨基基团的抗体：叠氮化钠会干扰任何含有氨基基团的偶联，因此在进行偶联之前，应将叠氮化钠去除。偶联后的抗体可以加入叠氮化钠保存，但是浓度只能是0.01％。对于需要偶联的抗体，thimerosal (merthiolate) 可以替代叠氮化钠作为保护剂！

叠氮化钠的去除方式

可以通过凝胶电泳或过滤的方式去除！IgG 的分子量是 150 kDa (IgM 是~ 600 kDa)； 叠氮化钠的分子量只有65 Da。使用 cut off 14 kDa 的滤膜即可将叠氮化钠从抗体中去除。